PhD Surveillance et gestion intégrée de la résistance aux anthelminthiques en élevages de petits ruminants

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Présentation INRAE

L’Institut national de recherche pour l’agriculture, l’alimentation et l’environnement (INRAE) est un établissement public de recherche rassemblant une communauté de travail de 12 000 personnes, avec 272 unités de recherche, de service et expérimentales, implantées dans 18 centres sur toute la France. INRAE se positionne parmi les tout premiers leaders mondiaux en sciences agricoles et alimentaires, en sciences du végétal et de l’animal. Ses recherches visent à construire des solutions pour des agricultures multi-performantes, une alimentation de qualité et une gestion durable des ressources et des écosystèmes.

Environnement de travail, missions et activités

Cette thèse porte sur la gestion durable des strongles gastro-intestinaux (SGI) chez les petits ruminants dans un contexte de résistances croissantes aux anthelminthiques (AH), aujourd’hui largement répandues en France et pouvant mener à une impasse thérapeutique. L’usage systématique des AH a en effet favorisé la sélection de souches résistantes, tandis que les outils diagnostiques de la résistance (ex : TREF) restent peu utilisés. Le projet vise à développer une approche intégrée reposant sur trois piliers : (axe 1) la détection fine des résistances grâce au TREF, au némabiome, au séquençage de la béta-tubuline et au test ALMA dans 60 élevages de petits ruminants ; (axe 2) l’identification des facteurs de risque, dont celui de l’impact des traitements de rentrée en bâtiment sur le développement des résistances, et (axe 3) la mise en place de stratégies de gestion intégrée de la résistance adaptées à chaque élevage. La thèse proposera des alternatives durables conciliant efficacité sanitaire, réduction de l’usage des AH, maintien du pâturage et préservation des services écosystémiques. Cette étude produira des données inédites et contribuera à la transition des élevages vers une gestion raisonnée et résiliente du parasitisme par une valorisation tournée autant sur la recherche scientifique que sur les acteurs du terrain.

Contexte et état de l’art 

La gestion des strongles gastro-intestinaux (SGI) chez les ruminants repose historiquement sur l'usage systématique d'anthelminthiques (AH). Cette approche a conduit à une forte pression de sélection favorisant l'émergence de résistances, parfois avec des prévalences très élevées (Rose Vineer et al., 2020) et des résistances multiples (Bordes et al., 2020). Bien que le test de réduction de l'excrétion des œufs dans les matières fécales (TREF) soit la méthode de référence internationale (Kaplan et al., 2023), les éleveurs le réalisent rarement et méconnaissent l'efficacité des AH dans leur troupeau. Une utilisation non ou mal raisonnée des AH est ainsi fréquente, avec des conséquences sanitaires et économiques non négligeables (Charlier et al., 2015; Rose Vineer et al., 2020). En France, les enquêtes montrent des niveaux de résistance parfois alarmants chez les caprins (Devos et al., 2024), les ovins (Bordes et al., 2020; Jouffroy et al., 2023), et les bovins (Dravigney et al., 2022). L'émergence des résistances génère des impacts économiques significatifs : augmentation de la mortalité et morbidité, baisse des revenus et perte de compétitivité, notamment dans les filières ovines et caprines déjà fragilisées. Ces filières pourraient subir des pertes de production majeures, remettant en cause la durabilité de ces systèmes à long terme.

Bien que la WAAVP (World association for the advancement of veterinary parasitology) recommande la généralisation des TREF depuis de nombreuses années (Kaplan et al., 2023), ces tests restent peu utilisés en raison du manque de sensibilisation et de leur coût. Leur déploiement constituerait pourtant un levier efficace pour sensibiliser aux résistances et réduire les traitements systématiques. D'autres méthodes prometteuses ont été développées, notamment le séquençage de la béta-tubuline pour la résistance aux benzimidazoles et un test automatisé de migration larvaire (ALMA Automated larvae migration assay)(Blanchard et al., 2018), un test phénotypique automatisé. Ces méthodes in vitro ont l’avantage de détecter le statut de résistance sans avoir besoin de traiter les animaux, et donc sans amener une pression de sélection.

Au-delà du diagnostic, il est crucial de prévenir l'apparition des résistances et de maîtriser l'infestation malgré les résistances installées. L'approche thérapeutique devrait être remplacée par une gestion intégrée combinant des moyens d’action différents et complémentaires permettant de maîtriser efficacement les infestations tout en exerçant une faible pression de sélection par les AH (utilisation raisonnée et parcimonieuse)(Ravinet and Dravigney, 2024). Parmi les facteurs de développement des résistances figurent la fréquence des traitements et la prise en compte des populations refuges non-exposées aux antiparasitaires (Suter et al., 2005; Falzon et al., 2014). Il est recommandé de maintenir une population refuge en ne traitant pas tous les animaux simultanément et/ou en évitant les périodes de faible présence de stades libres (Waghorn et al., 2008, 2009; Höglund and Gustafsson, 2023).

En France, le traitement de rentrée en bâtiment est courant. Or, un traitement autour de la mise-bas peut engendrer une forte pression de sélection (Brunsdon et al., 1983), surtout si les adultes contribuent significativement à l'infestation des jeunes (Taylor and Hunt, 1989). Durant le projet PEPIT ParCap AuRA (2020-2023), nous avons observé une forte excrétion d'œufs en fin d'hiver chez des caprins. Pourtant ces animaux avaient été traités en début d’hiver, et le traitement s’était avéré efficace selon la méthode du TREF (arrêt de l’excrétion d’œufs). Cette observation suggère que le traitement avec une lactone macrocyclique, pourtant censé être très efficace sur les larves en dormance dans la muqueuse (hypobiose), présenterait en fait une efficacité partielle sur ces larves et / ou que des parasites résistants sont présents et d’autant plus sélectionnés avec le traitement de fin d’année. Le traitement de rentrée systématique constituerait donc une pratique à risque majeur, puisque les animaux contamineraient fortement la pâture au printemps suivant avec des parasites résistants.

La gestion intégrée comporte de nombreuses mesures : traitement ciblé-sélectif (Bouy et al., 2022), plantes bioactives antiparasitaires (Greer et al., 2020; Hoste et al., 2022), pratiques de pâturage limitant le recyclage parasitaire (Ravinet et al., 2019), ou renforcement de la résistance de l'hôte (Moreno-Romieux et al., 2017). Cependant, peu d'études quantifient l'impact de ces stratégies sur les SGI résistants, et les études sur la gestion en présence de résistance avérée sont rares (Muchiut et al., 2019; Bello et al., 2025). La transition vers une gestion intégrée se heurte aux habitudes de traitement systématique et aux appréhensions des éleveurs (Ravinet and Dravigney, 2024).

Face à ces enjeux sanitaires, économiques et environnementaux (Adler et al., 2016), le projet propose des solutions durables reposant sur la détection des résistances, l’identification des facteurs de risque (dont l’impact des traitements de rentrée en bâtiment) et la mise en œuvre de stratégies adaptées à chaque élevage, conciliant performance économique, applicabilité en élevage, durabilité environnementale (notamment par une meilleure utilisation et/ou réduction de l’utilisation des AH) et résilience des systèmes pastoraux. La détection des résistances se fera par différentes approches : le projet utilisera le TREF pour systématiser cette technique en impliquant les éleveurs et les vétérinaires praticiens dans sa mise en œuvre, mais aussi des techniques ne nécessitant pas l’utilisation d'AH (analyses du némabiome pour identifier les espèces résistantes, séquençage de la béta-tubuline pour détecter les mutations de résistance aux benzimidazoles, et l'ALMA pour les résistances aux lactones macrocycliques), réduisant ainsi les résidus d’AH et la pression de sélection sur les parasites. Le projet sensibilisera les éleveurs et les vétérinaires praticiens, aidera à mettre en œuvre une gestion intégrée (permettant une maitrise du parasitisme tout en exerçant une faible pression de sélection par les AH), en impliquant l'éleveur dans le choix de la stratégie à tester selon ses contraintes, évaluera l'efficacité et la faisabilité des mesures, le niveau de maîtrise de l'infestation, et diffusera les bonnes pratiques.

Hypothèses de travail & matériel et méthodes

Objectif global : Notre travail visera à répondre à la question globale suivante :

Quelles stratégies de gestion intégrées mettre en place dans les élevages de petits ruminants dans un contexte de résistance aux AH ? Ce travail sera divisé en 3 axes principaux de travail :

• Axe 1 : Evaluation des résistances des strongles gastro-intestinaux dans les élevages de petits ruminants laitiers et allaitants en France par le TREF, les méthodes moléculaires et l’ALMA

• Hypothèses : On s’attend à observer des niveaux de résistance élevés (1) en particulier pour les molécules anciennes et les plus utilisées (ex : benzimidazoles), et (2) des différences entre filières, avec des résistances plus élevées à l’éprinomectine dans la filière lait (seule molécule sans délai d’attente lait).

   

Lorsqu’un traitement sera jugé nécessaire (résultats coproscopiques +/- état clinique), un TREF sera mis en place en fin de saison : des coproscopies individuelles seront réalisées sur 15 à 25 animaux, le jour du traitement, et une seconde fois sur les mêmes animaux selon le délai recommandé par la WAAVP après traitement en fonction de la molécule utilisée (Kaplan et al., 2023). Un AH par voie orale ou injectable sera administré en accord avec le vétérinaire sanitaire de l’élevage et l’éleveur et selon les problématiques de production laitière et réglementaire (interdiction d’utilisation de certaines molécules, délai d’attente). Les analyses coproscopiques individuelles et des coprocultures de mélange seront réalisées dans l’un des 4 laboratoires des partenaires, avant et après traitement. Les larves récoltées par coproculture seront utilisées : (1) pour les analyses génétiques réalisées au LBBE : extraction d’ADN des pools de larves puis amplification et séquençage haut débit de la région ITS-2 (némabiome pour identifier les espèces résistantes)(Avramenko et al., 2015) et du gène de l’isotype 1 de la béta-tubuline (mutations responsables de résistance aux benzimidazoles)(Beaumelle et al., 2024) ; et (2) le reste des larves sera envoyé à l’INRAe de Nouzilly pour le test ALMA basé sur la migration de larves exposées à différentes concentrations d’antiparasitaires.

• Axe 2 : Impact des traitements de rentrée en bâtiment sur le développement des résistances
• Hypothèse : On s’attend à ce que, suite à un traitement de rentrée, les animaux excrètent une proportion plus importante de parasites résistants au printemps suivant, soulignant la sélection de souches résistantes.

Pour cet axe, nous bénéficierons des mêmes élevages et des analyses réalisées pour l’Axe 1. Cela nous permettra d’avoir des informations sur l’efficacité du traitement AH par espèce de parasite. Il conviendra de refaire un prélèvement en fin d’hiver, pour évaluer si, depuis le FECRT réalisée à la rentrée en bâtiment hivernale, l’excrétion en œufs est réapparue (si le traitement avait été efficace) ou a augmenté (excrétion non nulle suite au traitement). Nous réaliserons une coproculture et les larves seront identifiées (némabiome) et analysées avec l’ALMA pour évaluer les résistances. Ces résultats seront comparés avec ceux avant traitement, afin d’estimer dans quelle mesure le traitement de rentrée favorise les souches résistantes.

• Axe 3 : Stratégies de gestion de la résistance des SGI aux AH
• 3.1. : Identification des facteurs de risque et de prévention de la résistance
• 3.2. : Mise en place de stratégies de gestion innovantes de la résistance et évaluation de leur faisabilité et efficacité
• Hypothèses : (1) les résistances seront plus fréquentes dans les élevages avec des pratiques à risque dans l’utilisation des AH (fréquence, sous-dosage, absence de refuge,…) ; (2) les élevages utilisant déjà des mesures de gestion intégrée utilisent moins d’AH et ont moins de résistances ; (3) la mise en place de mesures de gestion intégrée, faites sur mesure pour chaque élevage et associée à la formation des éleveurs et vétérinaires, lors de la 2^ème année, permettra une meilleure gestion du parasitisme car mieux adaptée au statut de résistance de l’élevage et aux pratiques de l’éleveur.
• 3.1.: Identification des facteurs de risque et de prévention de la résistance

Le questionnaire établi par S Jouffroy avant l’arrivée du doctorant visera à recueillir l'historique des pratiques de gestion des SGI et de la résistance. Il couvrira : les administrations d'AH (fréquence, molécules, posologie, diagnostics), les mesures de gestion intégrée déjà appliquées (rotation de pâturage, fauche, pâturage mixte, génétique, traitement ciblé sélectif), et les pratiques à risque (mélange de troupeaux, achat d'animaux non contrôlés). Les données seront analysées statistiquement pour identifier les facteurs de risque ou de prévention liés au développement de la résistance.

• 3.2. : Mise en place de stratégies de gestion innovantes de la résistance et évaluation de leur faisabilité et efficacité

Une réunion locale sera organisée début 2027 dans chaque groupe d’éleveur pour présenter les résultats des TREF 2026 et discuter des stratégies de gestion de la résistance. L'expert parasitologue, le référent, l'éleveur et son conseiller sanitaire co-construiront un protocole individualisé définissant les mesures à mettre en œuvre en 2027, tenant compte des contraintes spécifiques de chaque élevage.

Durant l’année 2027, un questionnaire évaluera la faisabilité des mesures et le niveau d'infestation sera surveillé pour confirmer le contrôle parasitaire malgré la réduction des anthelminthiques. Cette évaluation répondra aux craintes freinant la transition du contrôle thérapeutique vers une gestion intégrée durable, constituant un point fort du projet.

 

Bibliographie

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Avramenko, R. W., Redman, E. M., Lewis, R., Yazwinski, T. A., Wasmuth, J. D. and Gilleard, J. S. (2015). Exploring the gastrointestinal “Nemabiome”: deep amplicon sequencing to quantify the species composition of parasitic nematode communities. PloS one 10, e0143559.

Beaumelle, C., Toïgo, C., Papet, R., Benabed, S., Beurier, M., Bordes, L., Brignone, A., Curt-Grand-Gaudin, N., Garel, M., Ginot, J., Jacquiet, P., Miquel, C., Poirel, M.-T., Serafino, A., Vannard, E., Bourgoin, G. and Yannic, G. (2024). Cross-transmission of resistant gastrointestinal nematodes between wildlife and transhumant sheep. Peer Community Journal 4,. doi: 10.24072/pcjournal.477.

Bello, H. J. S., Kapritchkoff, R. T. I., Santos, J. de C., Melito, G. R., Niciura, S. C. M., Esteves, S. N., Bressani, F. A. and Chagas, A. C. de S. (2025). Worm replacement with susceptible Haemonchus contortus benefits weight gain, reduces anthelmintic treatments and impacts sheep breeds differently. Veterinary Parasitology 337, 110490. doi: 10.1016/j.vetpar.2025.110490.

Blanchard, A., Guégnard, F., Charvet, C. L., Crisford, A., Courtot, E., Sauvé, C., Harmache, A., Duguet, T., O’Connor, V., Castagnone-Sereno, P., Reaves, B., Wolstenholme, A. J., Beech, R. N., Holden-Dye, L. and Neveu, C. (2018). Deciphering the molecular determinants of cholinergic anthelmintic sensitivity in nematodes: When novel functional validation approaches highlight major differences between the model Caenorhabditis elegans and parasitic species. PLOS Pathogens14, e1006996. doi: 10.1371/journal.ppat.1006996.

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Hoste, H., Meza-OCampos, G., Marchand, S., Sotiraki, S., Sarasti, K., Blomstrand, B. M., Williams, A. R., Thamsborg, S. M., Athanasiadou, S., Enemark, H. L., Torres Acosta, J. F., Mancilla-Montelongo, G., Castro, C. S., Costa-Junior, L. M., Louvandini, H., Sousa, D. M., Salminen, J.-P., Karonen, M., Engstrom, M., Charlier, J., Niderkorn, V. and Morgan, E. R. (2022). Use of agro-industrial by-products containing tannins for the integrated control of gastrointestinal nematodes in ruminants. Parasite 29, 10. doi: 10.1051/parasite/2022010.

Jouffroy, S., Bordes, L., Grisez, C., Sutra, J. F., Cazajous, T., Lafon, J., Dumont, N., Chastel, M., Vial-Novella, C., Achard, D., Karembe, H., Devaux, M., Abbadie, M., Delmas, C., Lespine, A. and Jacquiet, P. (2023). First report of eprinomectin-resistant isolates of Haemonchus contortus in 5 dairy sheep farms from the Pyrénées Atlantiques département in France. Parasitology 150, 365–373. doi: 10.1017/S0031182023000069.

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Moreno-Romieux, C., Sallé, G., Jacquiet, P., Blanchard, A., Chylinski, C., Cabaret, J., Francois, D., Saccareau, M., Astruc, J. M., Bambou, J. C. and Mandonnet, N. (2017). La résistance génétique aux infections par les nématodes gastro-intestinaux chez les petits ruminants : un enjeu de durabilité pour les productions à l’herbe. INRAE Productions Animales 30, 47–56. doi: 10.20870/productions-animales.2017.30.1.2231.

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Ravinet, N. and Dravigney, L. (2024). Gestion raisonnée des parasitoses digestives de la génisse allaitante : croissance et usage parcimonieux des antiparasitaires peuvent cohabiter !pp. 599–618. Tours, France.

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Rose Vineer, H., Morgan, E. R., Hertzberg, H., Bartley, D. J., Bosco, A., Charlier, J., Chartier, C., Claerebout, E., Waal, T. de, Hendrickx, G., Hinney, B., Höglund, J., Ježek, J., Kašný, M., Keane, O. M., Martínez-Valladares, M., Mateus, T. L., McIntyre, J., Mickiewicz, M., Munoz, A. M., Phythian, C. J., Ploeger, H. W., Rataj, A. V., Skuce, P. J., Simin, S., Sotiraki, S., Spinu, M., Stuen, S., Thamsborg, S. M., Vadlejch, J., Varady, M., Samson-Himmelstjerna, G. von and Rinaldi, L. (2020). Increasing importance of anthelmintic resistance in European livestock: creation and meta-analysis of an open database. Parasite 27, 69. doi: 10.1051/parasite/2020062.

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Localisations :

L’étudiant(e) sera basé(e) au LBBE et au laboratoire de parasitologie de VetAgro Sup (département 69). Il/elle participera à la mise en place du protocole et à la collecte des échantillons dans les élevages de la région Rhône-Alpes principalement, puis à l’analyse des échantillons dans le laboratoire de parasitologie (analyses parasitologiques) puis dans ceux du LBBE (analyses moléculaires). Des séjours à l’UMR ENVT/INRAE IHAP 1225, UMT SABRE seront programmés pour que l’étudiant(e) participe à la collecte et l’analyse des échantillons, et pour cerner les pratiques d’élevage de la région. La période de rentrée en bâtiment étant plus précoce dans la région Occitanie qu’en Rhône-Alpes, le séjour pourrait avoir lieu dès le début de la thèse ou en début de 2^ème année de thèse.

Formations et compétences recherchées

Profil et compétences attendues :

L’étudiant(e) devra :

• Etre titulaire d’un master
• Avoir de bonnes capacités à travailler en équipe 
• Etre capable de travailler avec des interlocuteurs différents (chercheurs de différents organismes, éleveurs, vétérinaires, techniciens, stagiaires) et avec plusieurs encadrants situés dans différents sites
• Être organisé et savoir manager l’étude dans son ensemble avec les différentes personnes impliquées dans le projet (gestion du terrain et du laboratoire, notamment)
• Avoir une appétence pour le terrain et devra réaliser les analyses de laboratoire (coproscopies, coprocultures, et participer aux analyses génétiques)
• Avoir de bonnes capacités rédactionnelles
• Savoir réaliser des analyses statistiques complexes et savoir trouver les bonnes méthodes selon les données et les questions auxquelles répondre
• Avoir le diplôme de docteur vétérinaire est un plus, mais n’est pas obligatoire

Votre qualité de vie à INRAE

En rejoignant INRAE, vous bénéficiez (selon le type de contrat et sa durée) :

-  jusqu'à 30 jours de congés + 15 RTT par an (pour un temps plein)
- d'un soutien à la parentalité : CESU garde d'enfants, prestations pour les loisirs ;
- de dispositifs de développement des compétences : formation, conseil en orientation professionnelle ;
- d'un accompagnement social : conseil et écoute, aides et prêts sociaux ;
- de prestations vacances et loisirs : chèque-vacances, hébergements à tarif préférentiel ;
- d'activités sportives et culturelles ;
- d'une restauration collective.

Modalités pour postuler

Merci de joindre impérativement un CV et une lettre de motivation à votre candidature.
Les entretiens de recrutement se dérouleront à partir de la dernière semaine d'août 2026.